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实验动物各种体液、的采集方法

消化液的采集

(一) 唾液

1. 直接抽取法 在急性实验中， 可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。

2. 制造腮腺瘘法 在慢性实验中,收集狗的唾液，要用手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。应根据动物的种类、身体大小、生活习性、实验目的等选择具适当防护水平的、于动物的、符合国家相关标准的生物安全柜、动物饲养设施、动物实验设施、消毒设施和清洗设施等。这种方法可以收集到较纯净的唾液。

(二)胃液

1. 直接收集胃液法 急性实验时，先将动物，将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一，用此可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。5cm的小站台上，对照组大鼠置于直径15cm的大站台上，周围是水环境,水深3cm，平台在水面以上1cm，于平台以上14cm处放笼罩，上面放水和食物。如是大鼠,需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。

2. 制备胃瘘法 在慢性实验中,收集胃液多用胃瘘法,如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。动物分组应按随机分配的原则，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别,影响实验结果，特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。

(三)胰液和胆汁

在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧靠肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。分别不zhu射,皮下zhu射生理盐水,尼古丁1mg/kg,3mg/kg和6mg/kg,3次/d,连续7d。大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。

有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。

睡眠剥夺模型

实验用金属箱直径35 cm， 每箱装1只大鼠。REMSD 各组分别置于直径为6.5 cm的小站台上，对照组大鼠置于直径15 cm的大站台上，周围是水环境,水深3 cm，平台在水面以上1 cm，于平台以上14 cm 处放笼罩，上面放水和食物。水温和室温保持在25 C，每日换水并打扫实验箱。6、心脏采血：将动物，使其仰位固定，剪去胸前区毛，消毒皮肤，在左侧第3—4肋间选择心博强处穿刺，血液借心脏跳动的力量进入。REMSD 组大鼠在小台上屈曲而立，在快动眼睡眠(rapid eye movement sleep， REMS) 时，由于伴随全身肌肉松弛和节律性垂头，大鼠落入水中而惊醒，再爬上站台。用此方法自18:00开始连续剥夺大鼠的REMS至相应实验时间点。

旷场实验( open field test， OFT )

实验装置为高60 cm、 底面边长100 cm、内壁涂黑的无盖方箱，底面平均分为25个小方格，正上方2 m处架一摄像机，镜头对准箱底，实验在安静环境下进行，大鼠置于方箱底面中心，同时进行摄像和计时，3 min 后停止摄像,更换动物后，继续进行实验。2次实验之间清洗箱壁及底面，以免上次动物余留的信息影响下次实验结果。实验方法Step1：用高脂肪高糖的膳食饲喂小鼠，诱导出胰岛素，持续约4-6周。计分方法:通过放像设备，观察大鼠3 min内越过的格子数为水平得分，后肢站立次数为垂直得分，两者之和为OFT总得分。REMSD实验前后均进行旷场实验。

缺钾动物模型饲料需要注意什么？

钾的作用：它参与细胞中糖和蛋白质的代谢，维持神经健康，并显示正常的心律。如果高钠引起gao血压，则钾具有jiang压作用。缺钾会导致心律不齐，心跳加快，心电图异常，虚弱和超敏反应，zui终可能导致心脏骤停。

1.实验组的饮食选择：

在准备定量饮食时，由于全谷物含有大量的钾，因此很难引起钾缺乏。使用精制饲料，您可以自由控制饲料中的钾含量，但您应注意以下方面：

低①低钾饲料：这种饲料中钾的轻度缺乏一般而言，饮食研究营养性钾缺乏症或由于慢性脏疾病引起的钾缺乏症，并且与慢性缺乏症有关，且喂养时间相对较长。由于它是钾的症状，因此请确保饲料中钾的含量不要太低。

②钾缺乏饲料：饲料中钾的含量很低，没有钾的临界值。通常针对急性缺钾研究这种饲料，但是由于钾的极度缺乏，动物血液中的钾急剧下降，引起巨大的湍流，容易si亡。 ，有必要缩短进给时间以缩短观察时间。

2.对照组饲料选择：

精饲料缺乏钾，对照组也应使用精饲料来制备正常的钾含量饲料。请注意以下几点：

①饮食中的钾含量过高，经常对照饮食中的钾含量不符合标准。此控制实际上是高钾饮食，低于阈值。

②设定钾含量时，在准备饲料之前必须注意实验动物的类型，因为饲料中对钾含量的要求因动物而异，敏感性也不同。

也就是说，在选择模型进给时，无论是实验组还是对照组，都应从多个角度设置微量元素设定值的参数范围，以避免过度短缺和超负荷的问题。需要考虑的。

大动脉转位致紫绀型心脏病动物模型

【造模方法】 体重为1.5～2.0kg雄性新西兰兔，按30mg/kg体重的剂量经耳缘静脉注she硫喷妥钠麻l醉，然后每隔30min静脉注she3～5mg/kg体重的剂量维持麻l醉。动物行仰卧位固定，前胸部皮肤常规去毛后消毒，作前正中无菌手术切口，切开皮肤、皮下组织及肌层，于第6、第7肋间水平横断胸骨，延正中线向上剪开胸骨，撑开器撑开，剪开心包，暴露心脏，注意保持纵隔胸膜的完整。游离肺动脉后，用4号丝线双活结结扎左心耳根部以阻断血流，于左心耳内注入1％肝素，用侧壁钳钳夹肺动脉左侧壁，在与左心耳对应部位剪开4～5mm的切口，用8/0的无损伤尼龙缝合线将肺动脉与左心耳侧侧吻合，先连续外翻缝合后壁，再间断外翻缝合前壁。缝线打结前排尽空气，先松开左心耳根部的结扎线，再缓慢松开肺动脉上的侧壁钳。生理盐水冲洗胸腔，置入硅胶引流片，关胸。术后每日肌肉注she青l霉l素40万U以预防感l染，共5d，术后3d拔取引流条。手术当中观察左心耳的颜色变化。正确地评估动物疾病模型应该懂得没有一种动物模型能完全人类疾病真实情况，动物毕竟不是人体的缩影。于术后第4周，麻l醉，经腹l股l沟处切口l，l暴露股动脉，抽血测定pH值、氧分压(PO2)、二氧化碳分压(PCO2)、氧饱和度(SaO2)、血红蛋白含量(Hb)、红细胞比容(Hct)。采血后处死动物，观察心脏及吻合情况。术中吻合完成时可见左心耳颜色明显变暗，术后4周处死动物可见双心室轻度扩大，以右心室明显，吻合口通畅，直径为3～4mm，吻合口处光滑。术后1周动物的PO2、SaO2明显降低。术后第4周，PO2和SaO2的降低程度有所减小，考虑是代偿的原因。注意吻合口的大小要严格控制在4～5mm，太大时，严重的低氧会造成动物早期死l亡；太小时，有不能满足实验的要求，且容易形成血l栓而堵塞吻合口。